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AquaPen手持式叶绿素荧光仪 ——新一代智能型叶绿素荧光仪

AquaPen手持式叶绿素荧光仪 ——新一代智能型叶绿素荧光仪


叶绿素荧光的发现和作用

image.pngKautsky与 Hirsch 于1931年首次发表论文“CO2同化新实验”报道了用肉眼发现叶绿素荧光现象:经过暗适应的植物材料照光后,发出了红色的叶绿素荧光。叶绿素荧光先迅速上升到一个最大值,然后逐渐下降,最后达到一个稳定值(这种现象后被称作“Kautsky effect”即Kautsky诱导效应),荧光强度的变化与CO2同化速率呈负相关。在Kautsky等报道叶绿素荧光现象后,科学家们认识到,叶绿素荧光与光化学反应(光合作用)是一个相互竞争光能的过程,叶绿素荧光动态蕴藏着丰富的信息,并对之进行了广泛而深入的研究实验。

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叶绿素荧光不仅能反映光能吸收、激发能传递和光化学反应等光合作用的原初反应过程,而且与电子传递、质子梯度的建立及ATP合成和CO2固定等过程有关。几乎所有光合作用过程的变化均可通过叶绿素荧光反映出来,而荧光测定技术不需破碎细胞,不伤害生物体,因此通过研究叶绿素荧光来间接研究光合作用的变化是一种简便、快捷、可靠的方法。目前叶绿素荧光已成为光合作用研究不可或缺的内容,叶绿素荧光技术成为植物生理生态学研究的最为重要和通用的技术手段(Kate Maxwell and Giles N. Johnson, 2000),在作物抗逆、突变株筛选、产量预测、遗传育种、病虫害监测,乃至水生生物学、海洋学等领域都得到了广泛应用。

 

功能优点



传统的叶绿素荧光仪一般都由一个较为笨重的主机搭配同样操作不便的光纤探头来进行测量,不但操作流程繁琐,价格昂贵,而且在野外使用不便,持续工作时间短,光纤还会在一定程度上损耗微弱的荧光信号,使测量结果准确性下降。正如同新一代智能型手机取代了“大哥大”和老式功能型手机。随着现代电子与光学技术的发展,在国际顶尖植物科学家LadislavNedbal教授和专业工程师的通力合作下,欧洲的PSI公司率先推出了新一代智能型叶绿素荧光仪——AquaPen手持式叶绿素荧光仪。


 

AquaPen手持式叶绿素荧光仪采用了最新的电子和光学智能技术,使其可以在仅仅180g也就是一部手机的重量内,实现了传统大型叶绿素荧光仪的全部功能,包括Ft实时荧光测量,QY量子产额测量,OJIP快速荧光动力学曲线,2种叶绿素荧光淬灭曲线(NPQ),3种给光程序光响应曲线(LC)等,甚至有些功能是传统叶绿素荧光仪所不具备的功能,比如光密度(OD)测量、GPS定位、自动重复测量功能等。同时它还有以下优点:

操作简便——仅仅两个按键即可完成全部操作;

续航时间长——4节7号电池可以连续工作70小时;

物美价廉——价格仅仅是传统叶绿素荧光仪的几分之一;

探头直接测量——没有光纤造成荧光衰减的问题;

配备防水探头——除了测量叶片,也能够直接将探头伸到水下测量藻类;

防水外壳和自动重复测量功能——可以在恶劣环境下实现叶绿素荧光的自动监测等。

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AquaPen在南极James Ross岛J.G.Mendel站进行温室效应对海岸藻类与地衣影响的监测与研究

 


AP-P 100

型号配置


比起AquaPen的姐妹机型FluorPen手持式叶绿素荧光仪(FluorPen详细信息),AquaPen手持式叶绿素荧光仪在设计上更侧重于对藻类的测量。它分为两个型号AquaPen-C AP-C 100试管式叶绿素荧光仪和AquaPen-P AP-P 100探头式叶绿素荧光仪。

AquaPenAP-C 100采用了比色杯试管测量方式,将要测量的水体、悬浊液或培养溶液采集到比色杯中进行测量,配备455nm蓝色和620nmLED红色光源,既可以测量叶绿素荧光,又可以测量680nm和720nm光密度(OD)。

AquaPen-P AP-P 100配备了防水浸入式光学探头,可直接插到要测量的水体、悬浊液或培养溶液中进行测量,既可以测量微藻,也可以测量大型藻类,同时也具备测量叶片样品的功能。两种型号都具备极高的敏感度,可检测最低0.5μg Chl/L的叶绿素荧光,可以检测浮游植物浓度极低的自然水体,可用于野外和实验室测量。

 

技术参数

•  测量参数包括F0、Ft、Fm、Fm’、QY_Ln、QY_Dn、NPQ、Qp、Rfd、Area、Mo、Sm、PI、ABS/RC等50多个叶绿素荧光参数,及3种给光程序的光响应曲线、2种荧光淬灭曲线、OJIP快速荧光动力学曲线等,AquaPen-C AP-C 100试管式还可测量OD680和OD720

•  OJIP–test时间分辨率为10µs(每秒10万次),给出OJIP曲线和26个参数,包括F0、Fj、Fi、Fm、Fv、Vj、Vi、Fm/F0、Fv/F0、Fv/Fm、Mo、Area、Fix Area、Sm、Ss、N、Phi_Po、Psi_o、Phi_Eo、Phi–Do、Phi_Pav、PI_Abs、ABS/RC、TRo/RC、ETo/RC、DIo/RC等

•  内置测量程序:Ft实时荧光测量,QY量子产额测量,OJIP快速荧光动力学曲线,2种荧光淬灭曲线(NPQ),3种给光程序光响应曲线(LC)

•  测量光:0–0.03µmol(photons)/m².s可调

•  光化学光:0–1000µmol(photons)/m².s可调

•  饱和光:0–3000µmol(photons)/m².s可调

•  光源:620nm红光和455nm蓝光

•  叶绿素荧光检测限:0.5μg Chl/L

•  波长检测范围:697nm-750nm

•  BOIS:可升级

•  通讯:USB或蓝牙

•  存储:4M

•  数据存储:100,000个

•  显示:2 x 8字符黑白液晶屏

•  键盘:密封防水设计2键

•  自动关机:5分钟无操作

•  电源:4 AAA碱性电池或充电电池

•  电池寿命:持续测量70 h

•  低电报警

•  尺寸:120 x 57 x 30 mm; 4.7" x 2.2" x 1.2"

•  重量:180 g, 6.5 oz

•  操作条件:温度:0 ~ 55 ºC;相对湿度:0 ~ 95 %非冷凝

•  存储条件:温度:-10 ~ +60 ºC;相对湿度:0 ~ 95 %非冷凝

•  软件:FluorPen2.0,适用于Windows 2000、XP、7,实时显示和遥控,植入GPS绘图,EXCEL输出

应用领域

1. 微藻密度与叶绿素浓度测量

对于微藻密度的测量,ISO8692:2012.WaterQuality-FreshwaterAlgalGrowthInhibitionTestWithUnicellularGreenAlgae,中国环境保护部:水质-用单细胞绿藻进行淡水藻类生长抑制性试验等国内外标准中都指定了计数法、分光光度法和荧光法作为藻类密度测量的推荐方法。美国国家环境保护局则直接在Method 445.0In Vitro Determination of Chlorophyll a and Pheophytin ain Marine and Freshwater Algae by Fluorescence制定了荧光法测量海水和淡水中测量藻类叶绿素浓度的方法。由于计数法只有在细胞处于旺盛生长的对数期,藻类的生物量才与细胞数目之间呈完全正比关系,而且人为误差较大,重现性较差(董正臻,2004),因此现在的应用和研究中主要使用的都是分光光度法和荧光法。

AquaPen尤其是AP-C 100试管式由于具备同时测量叶绿素荧光和光密度的能力,可以同时使用分光光度法和荧光法对藻类密度进行测量,进一步提高了数据的精确度和可信度。而且AquaPen对叶绿素的检测限达到了0.5μg Chl/L,可以用于对极低浓度藻类的检测。易科泰生态技术邮箱公司Ecolab生态实验室就曾使用AquaPen为一家净水设备生产厂家检测其生产设备的除藻净水效果。

 

2. 水质毒性检测

水中的毒物通过阻断光合作用的电子传递链导致微藻叶绿素荧光增加,其增加幅度与污染物浓度和毒性有关,因而,通过测量微藻荧光强度的变化可以判定水中毒性物质的综合毒性。由于这种方法具备灵敏度高、检出限低的特点,被ISO8962、国际经合作组织(OECD)、GB/T21805-2008,化学品-藻类生长抑制实验等标准或组织都确定了使用微藻来衡量水体毒性并进行环境评估的标准和方法,主要用于水体重金属、农药等污染的监测。但这些标准及方法都是基于特定藻种指定的,由于不同水域本身的差异性较大,适宜的藻种自然难以相同。同一藻种拿到其他的检测水域恐怕难以适用。这也是各国选择的指示藻种差异较大,因此很难制定统一标准的原因(史媛,2013)。

由于现在藻类荧光法检测水体毒性的仪器大都是用培养好的单一指示藻种,而且只检测荧光强度,因此很多时候会难以判断荧光强度的变化是水体本身的差异造成的,还是确实由水质毒性造成的。同时在操作时,还必须携带培养好的藻种,测试时还会受藻种生长状况的影响。


不同浓度的杀虫剂对蓝藻OJIP快速荧光动力学曲线的影响(L Li,      2010

AquaPen作为一款科研级荧光仪,不但可以测量荧光强度,还可以测量并计算Fv/Fm、QY、Rfd、OJIP等直接反应藻类受毒害状况的参数。这些参数不受藻类种类、密度的影响,只与微藻受毒害的程度有关。环境化学手册(The Handbook of Environmental Chemistry, 2012, Springer)第19卷Emerging and Priority Pollutants inRivers: Bringing Science into RiverManagement Plans中明确指出测量微藻的各种荧光动力学参数可以衡量水体中毒害的程度,并将其作为独立的章节进行讨论。AquaPen能够通过对水体中本身存在的藻类进行叶绿素荧光动力学测量获得的参数,直接定量反映藻类受毒害状况,从而反映水质毒性,在国际上已经有了大量的应用(H Medová,2015;QT Gao, 2011)。


3. clip_image020.jpg水华/赤潮与富营养化检测

赤潮和水华是在特定的环境条件下,海水或淡水中某些浮游植物、原生动物或细菌爆发性增殖或高度聚集而引起水体变色的一种有害生态现象。形成赤潮和水华的浮游生物死亡后,在分解过程中大量消耗水中的溶解氧,有的种类还会释放出大量有害毒素,导致鱼类及其它水体生物大面积死亡,严重污染环境,使水域的正常生态系统遭到严重的破坏。


欧洲科学家在阿尔卑斯山使用AquaPen检测藻类荧光

赤潮和水华的产生原因就是富营养化,而主要的表现就是水体中藻类密度的快速升高乃至爆发。AquaPen因其操作简便、坚固耐用、测量准确的特点,适用于在各种水体和操作条件下进行藻类密度的检测。一旦在检测过程中发现叶绿素荧光数据的异常变化,即可对赤潮或水华进行预警。


如需无人值守的富营养化与藻类全面监测系统请点击AOM广谱藻类荧光在线监测系及其应用案例

 

4. clip_image022.png藻类与水产养殖的关系

藻类既可以是某些水产的食物,有害藻类又会影响到水产养殖。如何使用藻类进行水产的养殖,同时防治有害藻类一直是水产养殖研究的一项重要内容。由于叶绿素荧光可以获得大量关于藻类生理状况的信息,因此越来越多地被应用到水产养殖的研究中(GLMoullac, 2013)。


赤潮异弯藻被圆蛤血细胞吞噬,箭头所示异弯藻在血细胞内发出的荧光HHégaret, et al.In vitro interactions     between several species of harmful algae

andhaemocytes of bivalve molluscs, Cell     Biology and Toxicology, 2011, 27(4):249-266

在非研究领域,由于AquaPen操作简单、价格简单,非常适合水产养殖业在鱼塘等养殖水域内快速检测微藻密度与生长状况,指导投食、投药、换水等作业。对于螺旋藻、小球藻等用于营养品的藻类,在生产过程中通过荧光来检测其生长状况更是必不可少的。


5. 微藻生物能源开发

clip_image023.jpg生物能源是指通过生物的活动,将生物质、水或其他无机物转化为沼气、氢气等可燃气体或乙醇、油脂类可燃液体为载体的可再生能源。最大特点是燃烧或使用后不造成环境污染。主要被用于替代化石燃油作为运输燃料,如替代汽油的燃料乙醇和替代石油基柴油的生物柴油。而通过微藻生物能源技术是近年来出现的新兴生物能源技术,最有潜力成为今后二氧化碳减排和开发生物柴油的主要手段与技术之一。

而微藻的产油能力又与微藻本身的光合能力、生理状态、种群密度等密切相关,因此在微藻生物能源开发过程中,使用AquaPen叶绿素荧光仪对培养的藻类进行荧光测量是极为必要的(PG Stephenson,2011)。

微藻生物能源全面培养与在线监测方案请见FMT150藻类培养与在线监测系统

 

 

参考文献

1. ISO8692:2012.WaterQuality-FreshwaterAlgalGrowthInhibitionTestWithUnicellularGreenAlgae

2. Method 445.0In Vitro Determination of Chlorophyll a and Pheophytin ain Marine and Freshwater Algae by Fluorescence,U.S. Environmental Protection Agency,1997

3. 董正臻,董振芳,丁德文,快速测定藻类生物量的方法探讨,海洋科学,2004,28(11):1-5

4. 史媛,王英才,李晔,陈水松,叶丹,基于藻类荧光的毒性测试研究进展,环境科学与技术,2013,36(3):59-64

5. H Guasch, AGinebreda,AGeiszinger, The Handbook of Environmental Chemistry,Emerging and Priority Pollutants inRivers: Bringing Science into RiverManagement Plans, 2012, Springer

6. L Li, X Chen, D Zhang, X Pan, Effect of insecticide acetamiprid on activity of photosystem II of Synechocystissp. (Cyanobacteria), Pesticide biochemistry and physiology, 2010, 98(2):300-304

7. H Medová, I Přikryl, E Zapomnělová, Effect of Postmining Waters on Cyanobacterial Photosynthesis, Water Environment Research, 2015, 87(2): 180-190

8. QT Gao, NFY Tam, Growth, photosynthesis and antioxidant responses of two microalgal species, Chlorella vulgaris and Selenastrumcapricornutum, to nonylphenol stress, Chemosphere, 2011, 82(3):346–354

9. GLMoullac, et al. Feeding the pearl oyster Pinctadamargaritifera during reproductive Conditioning, Aquaculture Research, 2013, 44(3): 404–411

10.      HHégaret, et al.In vitro interactions between several species of harmful algaeand haemocytes of bivalve molluscs, Cell Biology and Toxicology, 2011, 27(4):249-266

11.      PG Stephenson, et al. Improving photosynthesis for algal biofuels: toward a green revolution, Trends in Biotechnology, 2011, 29(12):615-623